http://www.bioon.com 生 物 谷 网 站最近，研究者发现了一种新蛋白，不仅能促进破骨细胞（osteoclast）的生成，同时还会抑制成骨细胞(osteoblast)的生成。这项发现将有可能在骨保健药物开发方面获得重大应用。

破骨细胞，一种降解骨的细胞，往往在成骨细胞（生成骨的细胞）的调控下发挥功能。但最新的研究表明，破骨细胞不单是被动地接受指令，它们也反过来影响着成骨细胞〔1〕。Lee等人则为这种影响提供更为有力的证据〔2〕。

在检查多核破骨细胞是如何由前体细胞融合发育而来的过程中，作者发现了一个关键蛋白—Atp6v0d2（质子泵的一个组成蛋白）。破骨细胞中的质子就是通过该蛋白参与的质子泵被释放到细胞外参与消化骨细胞的。出乎意料地，作者发现Atp6v0d2不仅促进前体细胞融合，增强破骨细胞的活性，并且还抑制了成骨细胞的生长。该发现为药物治疗骨质疏松（osteoporosis）提供了一个非常棒的靶点，即通过抑制该靶点蛋白的活性减弱骨降解、加强骨生成。

在整个骨系统中，大量的破骨细胞会在人一生中不断地降解骨；随后，又有成千上万的成骨细胞在相同位置上重新构建新骨。该过程就是骨生物学上的骨重建（bone  remodeling）〔3〕。骨重建过程更新了机体当中部分骨骼，对维持骨骼完整性有着重要意义。而且，所有与骨量（bone  mass）有关的骨骼疾病的发生都与该过程的失衡相关。

成骨细胞系细胞调控着骨重建的很多方面。例如，骨细胞（osteocyte）（成骨细胞终端分化的细胞）可能会通过一种至今仍不清楚的机制，在需要移除的骨表面释放信号因子吸引破骨细胞的到来。接近破骨前体细胞（osteoclast  precursor）的前成骨基质细胞（Preosteoblastic  stromal  cell）调控着骨髓巨噬细胞（macrophage）向破骨细胞的活化和分化过程（注：破骨细胞由单核巨噬细胞分化而来；见图1）。基质细胞（stromal  cell）是通过表达RANKL配体（receptor  activator  of  NF-κB  ligand）和巨噬细胞集落刺激因子（M-CSF；macrophage  colony-stimulating  factor）来实现该功能的。RANKL是肿瘤坏死因子（tumor  necrosis  factor；TNF）超家族的一个重要成员〔3〕。

很多因子与RANKL相互作用调控着破骨细胞，包括NF-κB，c-Fos和NFATc1。NFATc1是一个受c-Fos和细胞内钙流（calcium  fluxes）激活的转录因子，而且c-Fos本身是RANK的下游蛋白。由成熟成骨细胞表达的护骨素(osteoprotegerin，OPG)会拮抗性结合RANKL，阻断它与RANK结合，从而抑制了破骨细胞的分化〔3，4〕。RANKL/RANK信号通路也会抑制破骨细胞的形成：在破骨前体细胞中，通过c-Fos介导干扰素β的自分泌表达来实现。在破骨细胞降解骨的过程中，骨基质中释放的关联因子(coupling  factor)被认为能吸引成骨细胞到达该处〔5〕，但这部分过程的具体分子机制科学家们仍不清楚。

一旦分化完成，破骨细胞会紧紧地粘附在骨表面；它们会在细胞质的伸展处形成像戒指般的封条，而每个细胞质伸展又包含着一些称作褶皱边缘（ruffled  border）的指状结构（图1）。这些边缘的作用在于扩大接触骨的表面积。在褶皱边缘处，细胞通过V型H+  ATP6i质子泵复合体释放出质子；氯离子也被动地从氯离子通道流到胞外，从而最终新成了HCl。HCl溶解骨矿物质，并激活酸性水解酶，如cathepsin  K，一个降解骨中有机质的关键酶〔3〕。这个被破骨细胞密封起来的细胞外空间，或言之液泡（vacuole；不同于植物细胞的液泡），被认为主要作用是将HCl和酶浓集起来，保护周边细胞免遭酸的侵袭。

Lee等人使用mRNA表达谱描绘出了破骨细胞和巨噬细胞（与破骨细胞来自同样的祖细胞/progenitor，但是不会吸收骨）的内在差别。他们发现了一个cDNA片断；全长cDNA分析显示它编码一个与现在报道的v-ATPase亚基Atp6v0d2几乎相同的蛋白〔6〕。Atp6v0d2在骨吸收过程中由破骨细胞大量表达，但在成骨细胞中却不表达。

作者制作了Atp6v0d2敲除型小鼠，发现该鼠的骨量明显增加。作者发现该表型的内在机理是：破骨前体细胞的融合过程被破坏，导致破骨细胞数量减少，骨吸收能力减弱；同时，成骨细胞数量增加，骨生成能力增强。融合过程的损伤并不是由DC-STAMP的表达下降引起。DC-STAMP缺失型小鼠确实存在破骨细胞融合方面的损伤，但是它们有着正常的骨生成过程〔7〕。该发现暗示着降低的细胞融合本质上不能解释Atp6v0d2敲除型小鼠的骨量增加。强制性表达（forced  expression）ADAM（A  Disintegrin  and  Metalloprotease；ADAM）结构域8和12，体外它们可以支持破骨细胞的融合，确实可以部分拯救融合方面的损伤。这些发现暗示着破骨细胞或它们前体细胞通过单基因Atp6v0d2的功能负向调控着成骨细胞。

尽管Atp6v0d2调控质子泵的过程与骨生成抑制无关的内在机制还是未知，但是这项研究清楚地表明破骨细胞或它们的前体细胞通过该基因的产物抑制了成骨细胞。

这项新发现与之前的工作有着紧密联系，表明破骨细胞可以影响成骨细胞。例如，这两类细胞间双向的信号通路ephrin-Eph。反向信号通路（reverse  signaling，由ephrinB2配体传递信号进入破骨前体细胞）会通过抑制c-Fos–NFATc1进而抑制破骨细胞的分化。正向的信号通路（forward  signaling，由受体EphB4传递信号进入成骨细胞），则会增强成骨细胞的分化，从而维持了骨平衡（见图1）〔8〕。  

图1：骨重建过程中破骨细胞和成骨细胞间的相互作用：成骨细胞系的基质细胞通过释放RANKL，调控破骨细胞的发育和活化。膜结合性RANKL结合到破骨前体细胞表面的RANK受体，促使前体细胞的分化。该过程中参与的转录因子有很多，较为重要的有c-Fos和NFATc1；转录因子中部分成员还担负着调控破骨细胞活化的过程。这些前体细胞在Atp6v0d2的影响下相互融合形成多核破骨细胞。Atp6v0d2处在破骨细胞的靠近骨表面的绉褶边缘上，但对质子释放没有贡献。基质细胞分化为前成骨细胞（preosteoblast）。该过程部分受基质细胞表面Eph4受体的下游信号通路的影响。而与Eph4结合的配体是来自破骨细胞的ephrinB2。但反过来的信号传递过程，即信号由ephrinB2传入破骨前体细胞，则会抑制破骨前体细胞的分化。Lee等人发现，Atp6v0d2不仅参与调控破骨细胞的融合，而且调控着破骨细胞或前体细胞释放至少一种细胞因子，从而抑制成骨前体细胞分化为骨细胞的过程。

破骨细胞缺失的小鼠相关实验表明，破骨细胞的功能远不止“吃”骨这么简单。通常地，遗传工程获得的缺乏破骨细胞的小鼠骨生成能力也会减弱〔1〕。此外，无功能破骨细胞（nonfunctioning  osteoclast）数量的增加，例如c-src–  或CIC-7缺失型小鼠，也会增强骨的生成能力；负有CIC-7失活突变的人也会表现出增强的骨生成能力。所有这些都暗示着破骨细胞也会释放出一些因子刺激成骨细胞〔1〕。

这些发现可能会为现阶段骨相关疾病药物治疗的局限性带来新的希望。在大多数情况下，骨吸收过程的抑制同时会伴随着骨生成能力的减弱，因为这两个过程是紧密相连的。例如，被用来防止绝经后妇女骨量减少的双磷酸盐(bisphosphonate)类药物，在诱导破骨细胞凋亡的同时，还诱导骨吸收和骨生成能力方面的减退，所以它的功能是片面的〔9〕。

令人吃惊的是，双磷酸盐会削弱特立帕肽（Teriparatide；甲状旁腺激素〔PTH〕  的基因重组产品）的疗效，而特立帕肽是FDA（美国食品药品监督管理局）唯一批准的骨合成类药物〔10〕。PTH促进骨生成的机制似乎牵涉到破骨细胞，并直接影响定向的前成骨细胞（committed  pre-osteoblast）。PTH的活性刺激了破骨细胞的活化，通过短暂地诱导成骨细胞增强表达RANKL和降低表达OPG来实现。有学者认为双磷酸盐会抑制破骨细胞刺激成骨细胞的过程〔11〕。因为是高度偶联的缘故，骨吸收能力的降低也最终导致了成骨前体细胞（osteoblast  precursor）数量的减少。

Lee等人还没有阐明Atp6v0d2究竟是如何抑制骨生成的机制。Atp6v0d2并不由成骨细胞表达，这引发出一系列问题：是否是Atp6v0d2影响了成骨细胞外因子的表达？这些因子是由破骨细胞表达的还是由它们的前体细胞表达的？TNF是否是其中一员，因为它会在TNF和RANKL诱导下由破骨细胞表达，不仅刺激了破骨细胞的分化，也抑制了骨的生成〔12〕。Atp6v0d2抑制的是成骨细胞的干细胞，还是更为定向的前体细胞，还是成熟的成骨细胞？

破骨细胞的分泌功能支持了这样一种观点，就是一些炎症性骨骼疾病中，如风湿性关节炎(rheumatoid  arthritis；RA)和牙周病（periodontal  disease），是免疫细胞自调控自身活性以及其他细胞活性中引发的疾病〔12〕。总而言之，此项研究让人类朝着开发出多效药物—抑制RA、牙周病、骨质疏松（osteoporosis）病人的破骨细胞、增加其骨生成的目标又走近了一步。

深入阅读：

1.Martin,  T.J.  &  Sims,  N.A.  Trends  Mol.  Med.  11,  76–81  (2005).  

2.Lee,  S.H.  et  al.  Nat.  Med.  12,  1403–1409  (2006).

3.Teitelbaum,  S.L.  Science  289,  1504–1508  (2000).  

4.Takayanagi,  H.  J.  Mol.  Med.  83,  170–179  (2005).  

5.Howard,  G.A.,  Bottemiller,  B.L.,  Turner,  R.T.,  Rader,  J.I.  &  Baylink,  D.J.  Proc.  Natl.  Acad.  Sci.  USA  78,  3204–3208  (1981).  

6.Sun-Wada,  G.H.,  Yoshimizu,  T.,  Imai-Senga,  Y.,  Wada,  Y.  &  Futai,  M.  Gene  302,  147–153  (2003).  

7.Yagi,  M.  et  al.  J.  Exp.  Med.  202,  345–351  (2005).

8.Zhao,  C.  et  al.  Cell  Metab.  4,  111–121  (2006).  

9.Russell,  R.G.  Ann.  NY  Acad.  Sci.  1068,  367–401  (2006).  

10.Khosla,  S.  N.  Engl.  J.  Med.  349,  1277–1279  (2003).  

11.Martin,  T.J.  et  al.  Ann.  NY  Acad.  Sci.  1068,  458–470  (2006).  

12.Boyce,  B.F.,  Schwarz,  E.M.  &  Xing,  L.  Curr.  Opin.  Rheumatol.  18,  427–432  (2006).
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